步骤：
1、绳子打结，具体方法见图。基础的老师一般会教，有多种打法。
2、将大鼠如图所示固定。两人协作最好，熟悉了一人也可。
注意：先固定前肢(同时助手垂直方向拉紧挂在门牙上的线和固定后肢的线)，和左右两颗钉保持水平，很重要。再按图将挂在门牙上的线和固定后肢的线固定。保持横向和纵向的线垂直，松紧合适。
3、用酒精棉沿同一方向擦试，可见两侧静脉窦，并有轻微的跳动。
4、用2ml注射器，蓝色的针头最好(忘记是几号的了)。沿乳头方向画一横线，沿静脉窦画一纵线，即是进针点。
5、针头刺入皮下肌肉后水平前进，约到达锁骨上方针头呈30度角向下刺，轻微回抽有血即成功。另一方法是水平进针直至刺到锁骨，稍抬针头即可刺入。
具体练一下就直道了，以前好多战友就此事PM过我，现在画个简易图估计好理解些。
同样适用于小鼠多次非麻醉采血!
| （1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。 （3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。 （4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。 （5）心脏取血：动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻*醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 （6）大血管取血：大、小鼠还可从颈动、静脉，股动、静脉和腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻*醉后固定动物，然后作动、静脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入（或直接用剪刀剪断大血管），抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。 颈静脉插管是最好方法。 如果需要老鼠存活，那就先插好管（插完使用点抗生素防感染），养几天之后就可以进行实验。取血后最好补生理盐水，有条件你可以使用供血鼠，实验鼠取血后，从供血鼠取等量血补充。 如果不需要老鼠存活，那直接插管后多点取血就更方法了。 |
| 1.首先，问题问得太泛。只知道要做药代动力学，不知道分析时需要的血样要多少（mL），也不知道计划采几次血，间隔时间是多长，等等。 2. 常规做药代，最简单和常用的取血方法是尾部采血。操作很简单，不需要麻醉，将尾巴末端剪很小一段，轻轻搓尾巴，即可开始采血，每次可收集0.5-1 mL血液，或者更多。完了用棉球稍按压即可止血。下一个时间点时，棉球用力搽伤口，同样搓尾巴即可再次采血。 3. 不同意“颈静脉插管是最好方法”。 颈静脉插管需要麻醉，麻药可能会对某些药物的药代过程有影响，如果用抗生素，抗生素本身也可能干扰药代过程和仪器分析。 4. 大鼠眼静脉丛取血，一方面对动物损伤较大，另方面，在短时间内，多次用该法取血也是不太现实的。 |
- 9楼
| （1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。 （3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。 （4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。 （5）心脏取血：动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻*醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 （6）大血管取血：大、小鼠还可从颈动、静脉，股动、静脉和腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻*醉后固定动物，然后作动、静脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入（或直接用剪刀剪断大血管），抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。 |
| 我以前就做过大鼠药代动力学实验，也是采10个时间点，每次0.5ml，经过多次尝试，最终成功应用了大鼠尾静脉采血法。 1 大鼠尾部有上下左右四条静脉血管，实验时取一条静脉血管给药，取血时选用另条静脉血管。 2 取血时应尾静脉的从远心点取起，以后各采血点慢慢向近心点靠近。 3 取血时用一毫升的注射器抽取。 4由于抽血点较多，每次取血0.5ml，应该说量不算少，怎样做到每次都能取道足够的血，应该特别注意以下几点： 第一 应该在一个外界温度较高的环境下进行，不行的话，就准备一个带电灯泡的电灯，取血前对尾静脉烤一段时间，或者把其尾部放入热水中浸泡一下，这样尾部血管扩张后取血还是很管用的。记得当时我采血时是在夏天，室内连空调都不敢开，常常是弄得满头大汗，呵呵。另外最好要个人配合你一下，在你用注射器取血时，他能在取血点上方按压血管帮助血液排出。 第二这样折腾大鼠，当然要让它处于麻醉状态最好。教你一招，将大鼠赶进去除底部的矿泉水瓶后，在矿泉水瓶口部放上一团蘸满乙醚的棉花团，熏上一会大鼠就会处于麻醉状态了，不过时间较短，所以你的动作要快哦。还要注意掌握乙醚的量，不然会熏死大鼠或把自己也搞的头晕眼花哦。 此法较眼眶静脉取血和断尾取血的采血量还是要大，比静脉插管方便，大鼠尾部的四条静脉血管还是挺粗的，只要手熟了，还是能取不少血的。另外，乙醚经呼吸道进入体内代谢快，一般不会对所研究药物的药动学过程产生影响。 试试看吧。 |
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| 大小鼠各种采血方法与最大采血量 1 剪尾采血 小鼠每次采血量0.1ml，大鼠每次采血量0.3-0.5ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50℃热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。 2 摘除眼球采血 小鼠采血量0.6-1ml 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。大鼠少用。 3 心脏采血 小鼠采血量0.5-0.6ml，大鼠采血量1-1.5ml 鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。 4 断头采血 小鼠采血0.8-1.2ml，大鼠采血量5-10ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。 5 眼眶静脉丛采血 小鼠采血量为0.2-0.3ml，大鼠采血量为0.4-0.6ml 取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1～1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。采血后纱布轻压眼部止血。小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。刺入深度小鼠为2-3mm，可采血0.2-0.3ml；大鼠为4-5mm，可采血0.4-0.6ml。 |
颈静脉插管吧
说实话，与眼眶取血比是有点麻烦的，但这是国际标准的多次取血方法，眼眶取血是违反试验动物优待原则的，所以有很多杂志会挑毛病。
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在大鼠麻醉的状态下取血，因为大鼠不是处于正常的生理状态，对实验结果影响会比较大。不建议这样做。
我认为，大鼠要多次取血，又要求大鼠存活，最好的办法是颈静脉插管取血。具体方法是：大鼠在给药前一天行右颈静脉插管手术。大鼠用乙醚轻度麻醉后，剃毛，暴露右颈术野，作一约5 mm切口。钝性分离出右颈静脉，结扎远心端后作一小切口，插入外径为0.8 mm的PE管后结扎固定，导管经颈背部皮下穿出，确保血流通畅后，固定于后背上，术后恢复12 h后用于实验，给药前12 h禁食。
注意：1.因为乙醚是吸入麻醉，浅麻醉，乙醚在动物体内很快代谢完毕，动物恢复快，对实验结果影响小；若是乙醚会影响待研究药物（比如酒精）的体内行为，可换作其他麻醉剂，比如氯丙嗪，乌拉坦等。但是一般而言，乙醚是较好的选择。
2.插PE管时切忌PE管切口处太尖戳破血管。一般而言，将管子轻轻插入血管，有种落空的感觉即表明PE管顺利进入血管。如是感觉有阻力，可稍稍变换PE管插管的方向即可。
3.插管过程中，PE管插入的深度是关键，一般250g左右的SD大鼠，PE管插入2.5-3cm，出血顺畅，96h内取血（10-15个取血点，每次200ul）都没有问题。
