动物疾病模型实验常需多次、定时、重复采集血样,同时也需连续监测心率、BP、呼吸等。选用狗、兔子等大型实验动物,虽然动脉插管、生命体征监测容易,但其价格较贵,对实验条件的要求也高[1] 。SD大鼠因其品系稳定、价格低成为医学实验中的理想动物。大鼠常用的采血方式有心脏穿刺、断头采血,均限制了采血次数。眼眶后壁穿刺、断尾采血虽然可完成连续采血,但获取血样少,且动物遭受创伤打击较大[2] 。本研究用PE管建立大鼠股动脉插管BP监测及连续采血模型,旨在探讨一种简便的实验方法。

SPF级SD大鼠(汕头大学医学院实验动物中心提供。雌雄不限。体质量250~300 g)10只。肝素(成都市海通药业有限公司,中国),2%(质量分数)戊巴比妥钠(上海化学试剂分装厂,中国),2%(体积分数)盐酸利多卡因(上海朝晖药业有限公司,中国),0.9%(质量分数)Na CL(四川科伦药业股份有限公司,中国),医用碘伏(广东恒健制药有限公司,中国)。BL-420S生物机能系统(成都泰盟生物科技公司,中国),PE25管(O.D.0.91×I.D.0.46 mm。深圳瑞沃德生命科技有限公司,中国)。

插管前准备:(1)制作股动脉导管。取15 cm长PE25管,末端用剪刀剪成45°鱼嘴形剖面并打磨圆润。距管口4 cm用医用胶带缠绕数圈形成一个固定锚区(图1。手术物品高压蒸汽灭菌)。(2)将动脉导管、连接管、三通阀用肝素液浸泡,烘干备用[3] 。测量动脉导管内死腔容积[2,7] ;再将装置连接,在装置内预充肝素NS,排空气泡,确保装置良好的气密性。(3)2%戊巴比妥钠(40 mg/kg)腹腔注射麻醉,麻醉满意后取仰卧位固定,左侧腹股沟区备皮,碘伏消毒铺巾。切开腹股沟区皮肤,暴露股动静脉及神经。股动脉中段常见分支动脉(图2d),应先予结扎、离断。打开股动脉鞘用玻璃分针钝性分离2 cm左右。大鼠股部神经血管解剖:内侧暗红色血管为股静脉(图2a),居中的鲜红血管为股动脉(图2b),外侧白色组织为股神经(图2c)。动脉导管插入方法:股动脉下方置2根丝线,结扎远心端。血管夹夹闭近心端,夹闭位置不能过于接近股动脉根部,避免动脉意外断开后动脉夹脱落,造成大出血[4] 。提起远心端结扎线,结扎点近端呈45?角,在动脉上做一V形切口,深度大约为动脉管径的1/4[5] 。将弯头显微镊插入,扩张动脉口径,将充有肝素NS的动脉导管小心插入动脉。导管尖端不能过于接近动脉夹位置,防止导管尖端损伤血管内壁[4] ,缓慢将导管送入血管(图3)。导管进入血管1~1.5 cm后用另一丝线打结固定并与固定锚再次打结加固。增加导管与结扎线摩擦力,防止动脉导管脱出致出血。切口消毒后用NS纱布覆盖切口。术后松开动脉近心端动脉夹,可看到搏动动脉回流血柱,点击开始监测BP(图4)。动脉采血:将三通阀调节至与注射器相通状态,弃去最先抽取的少部分血液和充管液,每次采血完毕后用肝素NS冲管,进液量约导管内死腔容积,并记录进入大鼠体内的液体量[6] 。将三通阀调至测压方向。若采血时发现导管内有凝血或不回血,可轻柔旋转导管,调整导管插入深度,并辅助NS冲管。

股动脉插管,通过三通阀实现同时监测大鼠BP及连续采血,大鼠正常BP(130.9±10.8)mm Hg,这种有创监测BP模型可持续有效监测大鼠BP变化,为大鼠实验提供良好的生命体征监测。经股动脉采血,可进行6 h内间隔0.5 h连续采血,每次采血500~600µL,用于动态分析相关血液成分,生化指标等。经多次实验,这种通过股动脉插管有创BP监测和短时连续采血的模型具有较好的可靠性和重复性。

本实验采取股动脉插管监测BP,不会刺激气管和神经,术野开阔,降低了插管风险,且BP监测效果良好。大鼠股动脉管径细,分离后股动脉搏动不明显难以区分血管时,可用两把无齿镊从长约1 cm的一段血管中央将血液挤向两边,松开近心端的镊子,若血管重新充盈即为股动脉。分离股动脉过程中避免牵拉神经造成动脉收缩致插管难度增大,同时注意血管有无侧支,如有则结扎剪断,防止插管时刺破分支血管造成出血。分离的股动脉要探查其粗细是否一致,如有狭窄部分,可在股动脉上滴加2滴2%利多卡因使血管扩张并预防血管痉挛[5] 。用镊子轻轻推挤动脉中血液,使其充盈扩张,保证血管管径一致,避免血管粗细不均,管尖刺破血管,造成大出血。

本研究用PE25管,内外径小,降低了插管难度且利于血液充盈及后续采血。相比自制导管和24G静脉留置针,PE管具有流动性好、热稳定、柔韧性强、内径一致等优良特性,且便于消毒杀菌。自制导管规格不一、热拉伸后导管内径不均一、韧性差。而24G静脉留置针,虽利用钢针内芯可直接穿刺插管,免去血管剪口,但插管同时需要另一手配合退出针芯,操作较难且穿透血管风险高。本实验证明在弯头显微镊辅助下,用PE25管插管具有较高的安全性和可重复性,为开展大鼠手术奠定了基础,并可用于其他相关实验中。